小鼠灌胃实验器材有哪些

⑴ 大鼠鼻腔给药

灌胃很方便的，也安全。我们这儿经常一两百只老鼠连续两个多月灌胃。

有一种微泵，如果经费充足的话，建议考虑

一、大鼠灌胃

大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。

大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。

大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。大鼠的灌胃给药体积一般为5～10ml/kg。但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：200g大鼠对应70kg人的折算系数为0.018。

二、大鼠腹腔注射

腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。

大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。

1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器，配合5.5～7号针头。

2.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。

3.尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。

4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。

三、大鼠尾静脉注射

这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说，只要掌握了方法，大鼠的尾静脉注射还是很容易的。总的来说，大小鼠的尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠的尾巴较粗，而且血管也较粗，进针的手感比较好找。但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片的间隙，以利于针尖顺利刺入。

操作步骤：

1. 首先要固定大鼠，最简单的固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了。但是我们往往需要多次给药，就是单次给药的话，每只都麻醉的话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物的影响，因此，有必要找另外的方法固定了。

再有的固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤大鼠尾巴）。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约15～20cm，直径约5～8cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的大鼠。操作的时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网的一面稍微向上，拔下另外一头的盖子，抓住大鼠的尾巴，悬空大鼠，让大鼠的头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了。

也有直接利用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定的方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用，不推荐使用。

2.固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性的5ml的注射器，去除针头，接上5.5号的头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头。

3.注射前首先要让大鼠的血管充盈。可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法，（一般水浴温度45度左右），大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风的热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张的方法不但快而且操作方便，但要控制好吹的方式，不要弄伤动物。若大鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。温水浸泡2～3分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭。等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。

4.大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。一般要求进针部位靠近大鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好。

5.最关键的就是进针了。进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴，让大鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲。针头和血管呈约30°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显的回血，就可以推注药液了，正常情况下，推注的过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起。推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头，重新注射。（正常情况下，均可以看见回血，若没有回血，9成是没有进入血管，不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺的难度，若是带有颜色的液体，如伊文斯兰，就更要注意）

6.注射结束后，轻轻拔出针头，可以用干燥的棉球压一下进针点，防止液体回漏。

四、大鼠舌静脉注射

大鼠的舌静脉给药比较少见，因为他需要在麻醉状态下方可以操作。不麻醉的情况下也不是不可以，但是若不麻醉的话，既不符合动物福利，也很容易失败，而且操作人员也容易受伤。

一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血的实验中，垂体后叶素的静脉注射采用舌静脉注射。

1.舌静脉注射一般采用1ml注射器，配4号针头。
2.大鼠麻醉后，仰卧位固定在鼠板上，牙齿也固定好。右手持眼科镊，轻轻拉出大鼠舌头，左手拇指和食指轻轻捏住舌尖，可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚的静脉，一般右侧的比较顺手（我是右撇子），左手稍微绷紧大鼠舌头，不要绷的太紧，这样静脉会看的不清楚，以能拉直大鼠舌头，且能清楚看见血管为宜。
3.右手持注射器，针尖斜面朝上，和舌头血管呈15°角，挑刺入血管。（舌静脉非常浅，针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了），轻轻推注药液，若发现舌头有鼓起，则是注射失败。这样注射点很容易出很多学，形成血肿，这侧静脉想再次注射就很困难了，那么最好就选用另外一侧静脉了。
4.舌静脉血流很丰富，拔针时一定要用干棉球压迫注射点，帮助止血。
5.正常的舌静脉注射不影响大鼠的进食。

五、大鼠经皮肤给药

首先需要脱毛可以配制8%的硫化钠溶液，也可以自配脱毛剂，配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为3：1：7，加水混合成糊状软膏。用棉签将脱毛剂涂在要脱毛的部位，观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净的水将脱毛部位清洗干净，大鼠一般用腹部皮肤，小鼠可用背部皮肤。

六、大鼠鞘内给药

鞘内给药有两种方式：一是急性给药，二是长期慢性给药。慢性给药，具体的说应该是在暴露出寰枕膜后将PE10管插入蛛网膜下隙，至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确，然后将PE10管插入7.5cm达腰膨大水平，固定并缝合即可。注射反意寡核苷酸，所以直接在L4～5椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药，选做好插入深度标记的PE-10导管，根据动物大小和所需埋置的脊髓节段，决定好插入深度，一般270～320g的大白鼠腰骶部约7.5cm，胸段约5～5.5cm。给药：将4号注射针头锯断，并磨尖，插在PE-10导管上，导管另一端接在另一接又注射器的4号针头上，给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好的PE-10导管相接即可。

七、大鼠阴道给药

大鼠阴道给药方法类似于小鼠，而且大鼠的生殖道比小鼠要长一些，会比小鼠操作相对容易一些。小鼠阴道内感染，是往小鼠阴道内注射感染菌液，开始感染时采用的是用小儿科的头皮针改做的软管向小鼠生殖道内注射，但因为小鼠生殖道很浅，而且软管本身占有小鼠生殖道的一部分体积，导致主入的菌液易漏，后来尝试用50ul的加样器每次取20ul，采取多次注射的办法。

做此类实验主要是注意感染的药物或液体不要漏出来，可以采取多次注射的办法。

八、大鼠鼻腔给药

1.有滴鼻和喷雾两种常见方式

喷雾其实就是雾化吸入。
滴鼻给药没有办法达到雾化吸入的效果。
雾化吸入需要有雾化设备，一般医院的都有，但是医院的如果借不出来，自己家里的加湿器也可以凑合。
雾化给药的时候，要把大鼠放在一个相对比较密闭的的容器中（当然要有透气孔），让大鼠尽可能多地接触药物，但是好象没有专门的这种容器，一般都是自制的，材料最好是有机玻璃。如果需要一只一只给药的话，那么大鼠固定器也可以着用。
雾化的时间如果没有特殊要求，一般来说是半个小时。
从药物进入体内分布的部位来看，滴鼻应该作用于局部为主，而喷雾/雾化吸入等给药方式可使药物进入气管，肺等部位，吸收情况应该有比较大的不同。

2.鼻内接种

动物先进行麻醉后，以左手食指和拇指抓住动物双耳部，翻转动物身体置于左手掌内，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，将接种药物，逐滴滴入动物鼻内。接种量不宜过多：大鼠为0.05～0.1ml（小鼠为0.03～0.05ml；豚鼠与兔可为2ml）。

回答怎么样呢？
嘿嘿。
分～～～～

⑵ 解剖小鼠需要哪些器材

看你需要做什么解剖实验了，我一般做的解剖实验是取小鼠的一些组织或者脏器，一般的话需要：解剖刀、眼科镊、眼科剪、固定针与固定板。因为是小鼠，所以用的都是小一号的解剖用具。另外，如果你需要做活体的话，还需要注射器用来进行全身麻醉。
希望可以帮助到您，如果还有需要问的请追问。

⑶ 小鼠灌胃 处死 解剖

目的：观察“酒花素油剂”小鼠口服和大鼠皮肤用药的毒性反应。方法：小鼠灌胃给予不同浓度的“酒花素油剂”(各剂量间比值为0.85)，观察死亡情况，用Bliss法计算LD 50 。大鼠背部脱毛，涂以不同浓度的“酒花素油剂”，涂药面积约占体表面积的10%，破损皮肤组用针尖划破表皮。给药后观察大鼠的体重及中毒反应。结果：小鼠口服“酒花素油剂”后的LD 50 为557.06 mg/kg，中毒表现主要为肢体抽搐和呼吸困难。大鼠完整皮肤对浓度为临床用浓度10倍的“酒花素油剂”能较好耐受，破损皮肤对7倍于临床用浓度的“酒花素油剂”亦能较好耐受。结论：“酒花素油剂”口服为低毒性物质，完整皮肤和破损皮肤用药均较为安全。

“酒花素油剂”为上海华光啤酒厂生产的，用于促进慢性疮疡及烧伤创口等愈合的外用制剂。为了考察“酒花素油剂”的安全性，本文拟观察“酒花素油剂”一次给予小鼠口服后所产生的毒性反应及死亡情况，并观察完整皮肤及破损皮肤的大鼠在短期内接触“酒花素油剂”后所产生的毒性反应。

1 材料

1.1 动物：昆明种小鼠，体重18～22 g，雌雄各半；SD大鼠，体重170～230 g，雌雄各半，由第二军医大学实验动物中心提供。

1.2 药品：“酒花素”及中性植物油(溶剂)由华光啤酒厂提供。根据实验要求，将“酒花素”溶于中性植物油中，配制成不同浓度的“酒花素油剂”。

2 实验方法

2.1 小鼠口服LD50〔1〕

根据预试结果，在药物剂量为366～970 mg/kg的范围内，将小鼠按体重均匀分为7组，每组10只(�♀各5只)，各剂量间距为0.85，灌胃给药体积为每10 g体重0.1 ml。另设一溶剂对照组，仅给中性植物油0.8 ml/只。

小鼠禁食12小时后灌胃给药，给药后即开始观察动物的毒性反应情况，及时记录死亡数。死亡动物立即进行解剖，观察内脏器官的病变情况。未死动物连续观察9天，9天后处死，解剖，观察脏器变化。

用Bliss法计算LD 50 ，采用计算机“NDST程序”进行运算。

2.2 大鼠皮肤急性毒性实验〔2〕

实验动物分为完整皮肤和破损皮肤两部分，每个部分又分为大、中、小三个剂量组，剂量间距为0.7，每组10只大鼠。另设溶剂对照组，每组6只大鼠。

大鼠在氯胺酮(90 mg/kg ip)麻醉下，进行背部脱毛(用剃刀仔细剪去背部的毛)，脱毛范围约为4.5 cm×7 cm(约占体表面的10%左右)。在此脱毛区内均匀涂以不同浓度的“酒花素油剂”及溶剂，约0.6 ml/只，涂完后用无毒塑料薄膜覆盖，绷带包扎。破损皮肤组大鼠在背部脱毛区用针尖划破表皮，以渗血为度，然后再涂以不同浓度的“酒花素油剂”。给药后即开始观察动物的全身毒性反应，死亡动物立即进行尸体解剖，肉眼观察各脏器的病变情况，10天后处死大鼠，大体解剖，肉眼观察全身各器官的变化情况。

3 结果

3.1 小鼠口服LD 50

小鼠灌胃给药后，死亡动物约在0.5～2小时内出现呼吸急促、烦躁等表现，随后出现肢体抽搐，死亡前有明显的惊厥表现。死亡一般发生在给药后的1～6小时内，个别发生在12～48小是内。死后立即尸检可见，小鼠因死前的肌肉强直而表现为尸体僵硬，心脏停跳于收缩状态。内脏重要器官(心、肺、肝、脾、肾及消化道等)未见充血、水肿及明显的器质性变化。存活动物多数有一过性的呼吸急促表现，24小时内活动稍差，食欲减少。24小时(个别48小时)后逐渐恢复活动和摄食，一般情况良好，无其他不良反应的表现发生。连续观察9天后处死小鼠，大体解剖未见肉眼可见的病理变化。溶剂对照组10只小鼠给药后无明显的毒性反应出现，观察10天后处死，大体解剖亦无异常发现。

各剂量组的死亡情况见表1，死亡率无明显的性别差异。

用Bliss法计算得LD 50 =577.06 mg/kg,95%可信限范围为505.74～658.43 mg/kg。

3.2 大鼠皮肤急性毒性实验

各剂量组大鼠的死亡情况及给药前后的体重变化情况见表2。

表1 小鼠口服“酒花素油剂”后LD 50 计算(Bliss法)

剂量(mg/kg)
对数剂量(X)
动物数(只)
死亡动物数(只)
死亡率(%)
机率单位(Y)

970
2.987
10
10
100
6.75

824
2.916
10
8
80
6.20

701
2.846
10
7
70
5.66

596
2.775
10
6
60
5.11

506
2.704
10
4
40
4.56

430
2.633
10
2
20
4.01

366
2.563
10
0
0
3.46

表2 大鼠皮肤用“酒花素油剂”后的毒性反应

组
别
药物浓度(%)
动物数(只)
死亡动物数(只)
体重 (g,x±s)

用药前 用药后
完
整
皮
肤
A
53.67
10
0
206±19
210±24

B
37.57
10
0
207±21
220±20

D
溶剂
6
0
198±19
206±22

破
损
皮
肤
A
53.67
10
2
200±20
204±23

B
37.57
10
0
202±18
207±21

C
26.30
10
0
198±19
199±24

D
溶剂
6
0
206±22
208±20

在完整皮肤的大鼠中，两个用药组及溶剂对照组均无明显的毒性表现，用药后饮食、活动无明显变化。各组动物给药局部均未发现明显的红、肿等刺激反应，1周后脱毛区开始长毛。连续观察10天后处死大鼠，大体解剖未见明显的脏器异常变化。

破损皮肤大鼠用药后，大剂量组在4～24小时内有2只死亡，死前出现明显的呼吸困难及轻度肌肉抽搐，死后尸体解剖无明显的异常发现。另有两只大剂量组及1只中剂量组的大鼠在用药后8～12小时内出现一过性的呼吸困难。其余各用药组及溶剂对照组的大鼠均未见明显的毒性反应，仅少数动物在用药当天食欲稍差。连续观察10天，大鼠饮食、活动均无异常，体重变化亦不明显。大鼠皮肤破损区创口第二天开始结痂，无明显的红肿及溃烂表现，亦无感染发生。创口约1周左右愈合，无明显疤痕。观察10天，部分大鼠脱毛局部已开始长毛，10天后处死，大体解剖未发现肉眼可见的异常变化。

4 讨论

酒花素是从啤酒花中提取的有效成分，主要由蛇麻酮、草酮等组成。已有的研究资料表明，酒花素有一定的抗菌和促进肉芽组织增生的作用。本实验的结果显示，大鼠在用药面积占体表面积10%的情况下，破损皮肤对浓度为26.30%的“酒花素油剂”能较好耐受，对37.57%的浓度亦能耐受，且破损皮肤创口愈合较快，无感染发生。该两浓度分别为临床用药浓度的5倍和7倍(临床用药浓度为5%)。完整皮肤对于临床用药浓度10倍剂量的“酒花素油剂”亦能耐受，不出现明显的中毒反应。作为溶剂的中性植物油用在破损皮肤和完整皮肤上均无明显的毒性反应。小鼠口服该药的LD 50 为577.06 mg/kg，属低毒物质。以上结果提示，“酒花素油剂”临床应用较为安全。

⑷ 小鼠给药途径实验报告怎么写

一、实验材料

Mice 18-22g，2只/组鼠称、苦味酸、1mL注射器、生理盐水、小鼠灌胃针、2%ni
可刹米 四、实验步骤

1、每组取性别相同，体重相近的小鼠2只，承重、编号；

2、灌胃、皮下、腹腔给予2%ni可刹米0.2mL/10g（给药后立即放入另一个备用带
盖鼠笼，防止惊厥小鼠窜出；注意按顺序给药）；

3、给药后注意记录给药时间并仔细观察小鼠反应；

4、记录给药后立即开始计时，记录小白鼠惊厥出现的时间（潜伏期）；

5、结果 比较用三种不同给药途径给予药物小鼠反应程度以及潜伏期时间的差异。对
全班实验结果进行统计分析，得出结论并分析实验结果（对本组实验结果及全班实验结果
进行分析讨论）。
（注：数据统计时注意剔除可疑数据。）

二、实验结果及分析

p>0.05,故差异显著。以上实验结果说明，不同的给药途径ni可刹米的对小白鼠作用效果不同。

不同给药途径对药物作用影响

答：给药途径不同，药物进入血液循环的时间和剂量都不同，药物作用时间也不同。
例如：口服给药由于首过效应和吸收等因素，血药浓度曲线有较长的吸收期；而经脉注射的血药浓度曲线没有吸收期，药物瞬间达到最大浓度，且起效快。

注意事项

1、在进行实验之前，要对小白鼠进行称重，然后进行分组进行实验以使实验结果更为可靠。

2、在实验过程中，尽量减少不必要的吵闹以免惊扰小白鼠，影响实验结果。

3、数据统计时注意剔除可疑数据。若全班实验结果数据量不够，或差异性太大则将两个班或本部京江学院的结果合在一起统计。

⑸ 高中生物实验中，给老鼠灌胃是用生理盐水还是蒸馏水

给老鼠灌胃当然是用生理盐水了。生理盐水。是与老鼠的细胞里面的细胞液浓度类似，不会导致细胞失水。而如果是关真牛水的话，它的浓度比较低老鼠可能会水肿。

⑹ 动物实验新手求教小鼠灌胃问题

您好，现在这个行业发展的不错，生物实验技术外包也会跟着发展，比如一些高校或者企业部分实验不想自己内部开展，或者涉及的设备比较昂贵，技术要求高，都会寻求外包。但是现在竞争也比较大，的得看单位这边整体做的怎么样。
其次要看下你选择单位的规模如何，做的比较好的，还是上海这边的，你可以看下基尔顿生物，原代细胞培养，动物造模，整体课题外包。

⑺ 小鼠如何灌胃

小鼠的捉拿方法是对的，用食指和拇指捏住小鼠的颈部皮肤，把小鼠的尾巴压在无名指下，捏紧就行。
1-2ml注射器和16号兽用针头，针尖磨钝，针头长4-5cm
从鼠口角进入，紧贴上颚进入食管，进针 深度在体外测量，一般小鼠2-3cm
注意手法上有个技巧，灌胃针送到咽喉处手腕要大鼠的后脑方向压一下，切记不可使用暴力。

⑻ 小鼠灌胃怎么弄呢

小鼠专用灌胃针由注射器和喂管组成，喂管长约1nm，喂管尖端焊有一金属小圆球，金属球中空，用途是防止喂管插入时造成损伤。金属球弯成20度角，以适应口腔与食道之间弯曲。将喂管插头紧紧连接在注射器的接口上，吸入定量的药液；左手捉住小鼠，右手拿起准备好的注射器。将喂管针头尖端防放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，喂管会顺着食管滑入小鼠的胃，插入深度约3cm。用中指与拇指捏住针筒，食指按着针竿的头慢慢往下压，即可将注射器忠的药液灌入小鼠的胃中。在插入过程中如遇到阻力或可看见1/3的针管，则江喂管取出重新插入，因为这时灌胃并没有插入胃中。
尾静脉注射比较困难，很难把握。建议采用其他注射方式

⑼ 小鼠灌胃的问题，食管直径有多大

这个一般是不好说的，动物的食管是有很大弹性的。可以直接购买的小鼠灌胃针，从可以做实验开始，就都可以灌了。

如果是自己做的话，可以采用先把10ML、20ML注射器达到针头前端磨平或不磨平，这样的直径大小就够了，套上相配套的乳胶管就可以了。

一般是越细越好，但是考虑到中药配置溶液的不均一性和溶解差的问题，一般是要粗一点的。