小鼠灌胃實驗器材有哪些

⑴ 大鼠鼻腔給葯

灌胃很方便的，也安全。我們這兒經常一兩百隻老鼠連續兩個多月灌胃。

有一種微泵，如果經費充足的話，建議考慮

一、大鼠灌胃

大鼠灌胃是最常見的給葯方法之一。灌胃所用的針頭可以從市場上購買，操作方法和小鼠灌胃大同小異，只是由於大鼠體積較大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。

大鼠灌胃是在清醒狀態下進行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃針長約6～8cm，直徑約1.2mm。

大鼠灌胃時，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相對，抓住大鼠頸部皮膚，使大鼠的頭部和頸部及軀干呈一直線，不需要固定大鼠的尾巴，就可以實施灌胃操作了，其餘的操作均和小鼠一樣。

大鼠一般灌胃量為1ml/100g體重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。大鼠的灌胃給葯體積一般為5～10ml/kg。但是葯物的濃度是需要自己按照動物實驗方法學的方法進行換算：200g大鼠對應70kg人的折算系數為0.018。

二、大鼠腹腔注射

腹腔注射是常見的給葯方式，尤其是在麻醉時。常見的麻醉方法均是麻醉葯物腹腔注射。

大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。

1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器，配合5.5～7號針頭。

2.腹腔注射時右手持注射器，左手的小指和無名指抓住大鼠的尾巴，另外三個手指抓住大鼠的頸部，使大鼠的頭部向下。這樣腹腔中的器官就會自然倒向胸部，防止注射器刺入時損傷大腸、小腸等器官。進針的動作要輕柔，防止刺傷腹部器官。

3.尤其是對於體重較小的大鼠，腹腔注射時針頭可以在腹部皮下穿行一小段距離，最好是從腹部一側進針，穿過腹中線後在腹部的另一側進入腹腔，注射完葯物後，緩緩拔出針頭，並輕微旋轉針頭，防止漏液。

4.大鼠腹腔注射的給葯容積一般為5～10ml/kg。

三、大鼠尾靜脈注射

這也是常見的操作，稍微有點難度，沒有指導的話，一開始可能會感覺有點手足無措。但是可以肯定的說，只要掌握了方法，大鼠的尾靜脈注射還是很容易的。總的來說，大小鼠的尾靜脈注射難度相當，熟練後，大鼠應該比小鼠注射更容易，因為大鼠的尾巴較粗，而且血管也較粗，進針的手感比較好找。但是大鼠年齡增大後，尾部鱗片也較厚，此時尾靜脈注射難度會加大，進針點宜選擇兩個鱗片的間隙，以利於針尖順利刺入。

操作步驟：

1. 首先要固定大鼠，最簡單的固定方法就是把大鼠麻醉，然後大鼠躺在那裡不動，就可以順利操作了。但是我們往往需要多次給葯，就是單次給葯的話，每隻都麻醉的話，也很麻煩，而且還要考慮麻醉對實驗結果和動物的影響，因此，有必要找另外的方法固定了。

再有的固定方法就和小鼠類似，做一個圓筒，最好是金屬做的，（可以在當地的鐵匠鋪，或者買白鐵鋪裡面定做）首先是金屬比較結實，而且可以用來固定在鐵架台上，方便操作。圓筒的一段有個蓋子可以拿下來，蓋子中間有個小孔，可以讓大鼠的尾巴伸出來（中間的小孔可以用膠布纏一下，防止銳利的邊緣割傷大鼠尾巴）。另外一段可以用金屬網的結構，網的形狀可以做成子彈頭的頭端形狀。網狀結構可以讓光線透近來，方便大鼠鑽進圓筒裡面。圓筒的長度約15～20cm，直徑約5～8cm，可以做個系列長度和直徑的圓筒，適合不同大小的大鼠。操作的時候，可以把圓筒固定在鐵架台上面，有鐵絲網的一面稍微向上，拔下另外一頭的蓋子，抓住大鼠的尾巴，懸空大鼠，讓大鼠的頭部靠近圓筒，稍微引導一下，大鼠就會鑽進圓筒，將大鼠的尾巴穿過蓋子中間的小孔，蓋上蓋子，向外拉直大鼠尾巴，就可以進行下一步操作了。

也有直接利用大鼠籠蓋的鐵絲網固定大鼠，向上面小鼠固定的方法固定大鼠，那是高手所為，總共只需要一次到兩次的靜脈注射時可以試用，不推薦使用。

2.固定好大鼠後就是注射了，一般用一次性的5ml的注射器，去除針頭，接上5.5號的頭皮針，用頭皮針穿刺，個人感覺比較方便，而且便於固定針頭。

3.注射前首先要讓大鼠的血管充盈。可以採用75%的酒精棉球擦拭的方法或者採用溫水浸泡的方法，（一般水浴溫度45度左右），大概2分鍾就可以讓尾部左右二側靜脈充分擴張，用電吹風的熱風吹大鼠尾部，這種使靜脈擴張的方法不但快而且操作方便，但要控制好吹的方式，不要弄傷動物。若大鼠的血管很不清楚，推薦採用溫水浸泡的方法，水溫以不燙手為宜。溫水浸泡2～3分鍾後，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭。等一會兒，待血管充盈後，酒精棉球擦拭後就可以進針了。若血管還不充盈，可以反復用溫水浸泡，切不可冒險注射，除非你手法很熟練，另當別論。

4.大鼠尾部共有四條血管，一般認為左右的兩條靜脈比較容易注射，多採用這兩條靜脈進針。一般要求進針部位靠近大鼠的尾端，這樣若注射失敗的話，還可以再向上選擇進針點。但是進針部位也不可以太靠下，因為越往下，靜脈越細，操作越難，一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比較好。

5.最關鍵的就是進針了。進針時操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴，讓大鼠的尾巴在經過拇指後向下彎曲，進針點靠近拇指指甲。針頭和血管呈約30°角，針尖斜面朝上，輕輕挑刺入皮膚後針頭立即和血管平行，一般情況下一次就可以進入血管，可以將針頭刺入血管一大半，輕輕回抽針栓，看見有明顯的回血，就可以推注葯液了，正常情況下，推注的過程應該沒有明顯阻力，血管也不會鼓起。推液時動作宜輕柔，若發現血管鼓起，那是針頭沒有刺入血管，需立即拔出針頭，重新注射。（正常情況下，均可以看見回血，若沒有回血，9成是沒有進入血管，不要推葯，拔出針頭，重新穿刺，以防推注葯液導致大鼠尾巴皮下水腫，加大穿刺的難度，若是帶有顏色的液體，如伊文斯蘭，就更要注意）

6.注射結束後，輕輕拔出針頭，可以用乾燥的棉球壓一下進針點，防止液體回漏。

四、大鼠舌靜脈注射

大鼠的舌靜脈給葯比較少見，因為他需要在麻醉狀態下方可以操作。不麻醉的情況下也不是不可以，但是若不麻醉的話，既不符合動物福利，也很容易失敗，而且操作人員也容易受傷。

一般在做垂體後葉素致大鼠心肌缺血的實驗中，垂體後葉素的靜脈注射採用舌靜脈注射。

1.舌靜脈注射一般採用1ml注射器，配4號針頭。
2.大鼠麻醉後，仰卧位固定在鼠板上，牙齒也固定好。右手持眼科鑷，輕輕拉出大鼠舌頭，左手拇指和食指輕輕捏住舌尖，可見大鼠舌頭兩側均有一條很清楚的靜脈，一般右側的比較順手（我是右撇子），左手稍微綳緊大鼠舌頭，不要綳的太緊，這樣靜脈會看的不清楚，以能拉直大鼠舌頭，且能清楚看見血管為宜。
3.右手持注射器，針尖斜面朝上，和舌頭血管呈15°角，挑刺入血管。（舌靜脈非常淺，針尖挑刺舌麵皮膚後就進入血管了），輕輕推注葯液，若發現舌頭有鼓起，則是注射失敗。這樣注射點很容易出很多學，形成血腫，這側靜脈想再次注射就很困難了，那麼最好就選用另外一側靜脈了。
4.舌靜脈血流很豐富，拔針時一定要用干棉球壓迫注射點，幫助止血。
5.正常的舌靜脈注射不影響大鼠的進食。

五、大鼠經皮膚給葯

首先需要脫毛可以配製8%的硫化鈉溶液，也可以自配脫毛劑，配方：硫化鈉：肥皂粉：澱粉為3：1：7，加水混合成糊狀軟膏。用棉簽將脫毛劑塗在要脫毛的部位，觀察看見區域內鼠毛發粘用干凈棉簽沾潔凈的水將脫毛部位清洗干凈，大鼠一般用腹部皮膚，小鼠可用背部皮膚。

六、大鼠鞘內給葯

鞘內給葯有兩種方式：一是急性給葯，二是長期慢性給葯。慢性給葯，具體的說應該是在暴露出寰枕膜後將PE10管插入蛛網膜下隙，至有清亮腦脊液反流後可確定位置正確，然後將PE10管插入7.5cm達腰膨大水平，固定並縫合即可。注射反意寡核苷酸，所以直接在L4～5椎間隙進針就可以對於長期給葯宜選慢性套管給葯，選做好插入深度標記的PE-10導管，根據動物大小和所需埋置的脊髓節段，決定好插入深度，一般270～320g的大白鼠腰骶部約7.5cm，胸段約5～5.5cm。給葯：將4號注射針頭鋸斷，並磨尖，插在PE-10導管上，導管另一端接在另一接又注射器的4號針頭上，給葯時只需將鋼管另一端與動物身上埋植好的PE-10導管相接即可。

七、大鼠陰道給葯

大鼠陰道給葯方法類似於小鼠，而且大鼠的生殖道比小鼠要長一些，會比小鼠操作相對容易一些。小鼠陰道內感染，是往小鼠陰道內注射感染菌液，開始感染時採用的是用小兒科的頭皮針改做的軟管向小鼠生殖道內注射，但因為小鼠生殖道很淺，而且軟管本身佔有小鼠生殖道的一部分體積，導致主入的菌液易漏，後來嘗試用50ul的加樣器每次取20ul，採取多次注射的辦法。

做此類實驗主要是注意感染的葯物或液體不要漏出來，可以採取多次注射的辦法。

八、大鼠鼻腔給葯

1.有滴鼻和噴霧兩種常見方式

噴霧其實就是霧化吸入。
滴鼻給葯沒有辦法達到霧化吸入的效果。
霧化吸入需要有霧化設備，一般醫院的都有，但是醫院的如果借不出來，自己家裡的加濕器也可以湊合。
霧化給葯的時候，要把大鼠放在一個相對比較密閉的的容器中（當然要有透氣孔），讓大鼠盡可能多地接觸葯物，但是好象沒有專門的這種容器，一般都是自製的，材料最好是有機玻璃。如果需要一隻一隻給葯的話，那麼大鼠固定器也可以著用。
霧化的時間如果沒有特殊要求，一般來說是半個小時。
從葯物進入體內分布的部位來看，滴鼻應該作用於局部為主，而噴霧/霧化吸入等給葯方式可使葯物進入氣管，肺等部位，吸收情況應該有比較大的不同。

2.鼻內接種

動物先進行麻醉後，以左手食指和拇指抓住動物雙耳部，翻轉動物身體置於左手掌內，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，將接種葯物，逐滴滴入動物鼻內。接種量不宜過多：大鼠為0.05～0.1ml（小鼠為0.03～0.05ml；豚鼠與兔可為2ml）。

回答怎麼樣呢？
嘿嘿。
分～～～～

⑵ 解剖小鼠需要哪些器材

看你需要做什麼解剖實驗了，我一般做的解剖實驗是取小鼠的一些組織或者臟器，一般的話需要：解剖刀、眼科鑷、眼科剪、固定針與固定板。因為是小鼠，所以用的都是小一號的解剖用具。另外，如果你需要做活體的話，還需要注射器用來進行全身麻醉。
希望可以幫助到您，如果還有需要問的請追問。

⑶ 小鼠灌胃 處死 解剖

目的：觀察「酒花素油劑」小鼠口服和大鼠皮膚用葯的毒性反應。方法：小鼠灌胃給予不同濃度的「酒花素油劑」(各劑量間比值為0.85)，觀察死亡情況，用Bliss法計算LD 50 。大鼠背部脫毛，塗以不同濃度的「酒花素油劑」，塗葯面積約占體表面積的10%，破損皮膚組用針尖劃破表皮。給葯後觀察大鼠的體重及中毒反應。結果：小鼠口服「酒花素油劑」後的LD 50 為557.06 mg/kg，中毒表現主要為肢體抽搐和呼吸困難。大鼠完整皮膚對濃度為臨床用濃度10倍的「酒花素油劑」能較好耐受，破損皮膚對7倍於臨床用濃度的「酒花素油劑」亦能較好耐受。結論：「酒花素油劑」口服為低毒性物質，完整皮膚和破損皮膚用葯均較為安全。

「酒花素油劑」為上海華光啤酒廠生產的，用於促進慢性瘡瘍及燒傷創口等癒合的外用制劑。為了考察「酒花素油劑」的安全性，本文擬觀察「酒花素油劑」一次給予小鼠口服後所產生的毒性反應及死亡情況，並觀察完整皮膚及破損皮膚的大鼠在短期內接觸「酒花素油劑」後所產生的毒性反應。

1 材料

1.1 動物：昆明種小鼠，體重18～22 g，雌雄各半；SD大鼠，體重170～230 g，雌雄各半，由第二軍醫大學實驗動物中心提供。

1.2 葯品：「酒花素」及中性植物油(溶劑)由華光啤酒廠提供。根據實驗要求，將「酒花素」溶於中性植物油中，配製成不同濃度的「酒花素油劑」。

2 實驗方法

2.1 小鼠口服LD50〔1〕

根據預試結果，在葯物劑量為366～970 mg/kg的范圍內，將小鼠按體重均勻分為7組，每組10隻(�♀各5隻)，各劑量間距為0.85，灌胃給葯體積為每10 g體重0.1 ml。另設一溶劑對照組，僅給中性植物油0.8 ml/只。

小鼠禁食12小時後灌胃給葯，給葯後即開始觀察動物的毒性反應情況，及時記錄死亡數。死亡動物立即進行解剖，觀察內臟器官的病變情況。未死動物連續觀察9天，9天後處死，解剖，觀察臟器變化。

用Bliss法計算LD 50 ，採用計算機「NDST程序」進行運算。

2.2 大鼠皮膚急性毒性實驗〔2〕

實驗動物分為完整皮膚和破損皮膚兩部分，每個部分又分為大、中、小三個劑量組，劑量間距為0.7，每組10隻大鼠。另設溶劑對照組，每組6隻大鼠。

大鼠在氯胺酮(90 mg/kg ip)麻醉下，進行背部脫毛(用剃刀仔細剪去背部的毛)，脫毛范圍約為4.5 cm×7 cm(約占體表面的10%左右)。在此脫毛區內均勻塗以不同濃度的「酒花素油劑」及溶劑，約0.6 ml/只，塗完後用無毒塑料薄膜覆蓋，綳帶包紮。破損皮膚組大鼠在背部脫毛區用針尖劃破表皮，以滲血為度，然後再塗以不同濃度的「酒花素油劑」。給葯後即開始觀察動物的全身毒性反應，死亡動物立即進行屍體解剖，肉眼觀察各臟器的病變情況，10天後處死大鼠，大體解剖，肉眼觀察全身各器官的變化情況。

3 結果

3.1 小鼠口服LD 50

小鼠灌胃給葯後，死亡動物約在0.5～2小時內出現呼吸急促、煩躁等表現，隨後出現肢體抽搐，死亡前有明顯的驚厥表現。死亡一般發生在給葯後的1～6小時內，個別發生在12～48小是內。死後立即屍檢可見，小鼠因死前的肌肉強直而表現為屍體僵硬，心臟停跳於收縮狀態。內臟重要器官(心、肺、肝、脾、腎及消化道等)未見充血、水腫及明顯的器質性變化。存活動物多數有一過性的呼吸急促表現，24小時內活動稍差，食慾減少。24小時(個別48小時)後逐漸恢復活動和攝食，一般情況良好，無其他不良反應的表現發生。連續觀察9天後處死小鼠，大體解剖未見肉眼可見的病理變化。溶劑對照組10隻小鼠給葯後無明顯的毒性反應出現，觀察10天後處死，大體解剖亦無異常發現。

各劑量組的死亡情況見表1，死亡率無明顯的性別差異。

用Bliss法計算得LD 50 =577.06 mg/kg,95%可信限范圍為505.74～658.43 mg/kg。

3.2 大鼠皮膚急性毒性實驗

各劑量組大鼠的死亡情況及給葯前後的體重變化情況見表2。

表1 小鼠口服「酒花素油劑」後LD 50 計算(Bliss法)

劑量(mg/kg)
對數劑量(X)
動物數(只)
死亡動物數(只)
死亡率(%)
機率單位(Y)

970
2.987
10
10
100
6.75

824
2.916
10
8
80
6.20

701
2.846
10
7
70
5.66

596
2.775
10
6
60
5.11

506
2.704
10
4
40
4.56

430
2.633
10
2
20
4.01

366
2.563
10
0
0
3.46

表2 大鼠皮膚用「酒花素油劑」後的毒性反應

組
別
葯物濃度(%)
動物數(只)
死亡動物數(只)
體重 (g,x±s)

用葯前 用葯後
完
整
皮
膚
A
53.67
10
0
206±19
210±24

B
37.57
10
0
207±21
220±20

D
溶劑
6
0
198±19
206±22

破
損
皮
膚
A
53.67
10
2
200±20
204±23

B
37.57
10
0
202±18
207±21

C
26.30
10
0
198±19
199±24

D
溶劑
6
0
206±22
208±20

在完整皮膚的大鼠中，兩個用葯組及溶劑對照組均無明顯的毒性表現，用葯後飲食、活動無明顯變化。各組動物給葯局部均未發現明顯的紅、腫等刺激反應，1周後脫毛區開始長毛。連續觀察10天後處死大鼠，大體解剖未見明顯的臟器異常變化。

破損皮膚大鼠用葯後，大劑量組在4～24小時內有2隻死亡，死前出現明顯的呼吸困難及輕度肌肉抽搐，死後屍體解剖無明顯的異常發現。另有兩只大劑量組及1隻中劑量組的大鼠在用葯後8～12小時內出現一過性的呼吸困難。其餘各用葯組及溶劑對照組的大鼠均未見明顯的毒性反應，僅少數動物在用葯當天食慾稍差。連續觀察10天，大鼠飲食、活動均無異常，體重變化亦不明顯。大鼠皮膚破損區創口第二天開始結痂，無明顯的紅腫及潰爛表現，亦無感染發生。創口約1周左右癒合，無明顯疤痕。觀察10天，部分大鼠脫毛局部已開始長毛，10天後處死，大體解剖未發現肉眼可見的異常變化。

4 討論

酒花素是從啤酒花中提取的有效成分，主要由蛇麻酮、草酮等組成。已有的研究資料表明，酒花素有一定的抗菌和促進肉芽組織增生的作用。本實驗的結果顯示，大鼠在用葯面積占體表面積10%的情況下，破損皮膚對濃度為26.30%的「酒花素油劑」能較好耐受，對37.57%的濃度亦能耐受，且破損皮膚創口癒合較快，無感染發生。該兩濃度分別為臨床用葯濃度的5倍和7倍(臨床用葯濃度為5%)。完整皮膚對於臨床用葯濃度10倍劑量的「酒花素油劑」亦能耐受，不出現明顯的中毒反應。作為溶劑的中性植物油用在破損皮膚和完整皮膚上均無明顯的毒性反應。小鼠口服該葯的LD 50 為577.06 mg/kg，屬低毒物質。以上結果提示，「酒花素油劑」臨床應用較為安全。

⑷ 小鼠給葯途徑實驗報告怎麼寫

一、實驗材料

Mice 18-22g，2隻/組鼠稱、苦味酸、1mL注射器、生理鹽水、小鼠灌胃針、2%ni
可剎米 四、實驗步驟

1、每組取性別相同，體重相近的小鼠2隻，承重、編號；

2、灌胃、皮下、腹腔給予2%ni可剎米0.2mL/10g（給葯後立即放入另一個備用帶
蓋鼠籠，防止驚厥小鼠竄出；注意按順序給葯）；

3、給葯後注意記錄給葯時間並仔細觀察小鼠反應；

4、記錄給葯後立即開始計時，記錄小白鼠驚厥出現的時間（潛伏期）；

5、結果 比較用三種不同給葯途徑給予葯物小鼠反應程度以及潛伏期時間的差異。對
全班實驗結果進行統計分析，得出結論並分析實驗結果（對本組實驗結果及全班實驗結果
進行分析討論）。
（註：數據統計時注意剔除可疑數據。）

二、實驗結果及分析

p>0.05,故差異顯著。以上實驗結果說明，不同的給葯途徑ni可剎米的對小白鼠作用效果不同。

不同給葯途徑對葯物作用影響

答：給葯途徑不同，葯物進入血液循環的時間和劑量都不同，葯物作用時間也不同。
例如：口服給葯由於首過效應和吸收等因素，血葯濃度曲線有較長的吸收期；而經脈注射的血葯濃度曲線沒有吸收期，葯物瞬間達到最大濃度，且起效快。

注意事項

1、在進行實驗之前，要對小白鼠進行稱重，然後進行分組進行實驗以使實驗結果更為可靠。

2、在實驗過程中，盡量減少不必要的吵鬧以免驚擾小白鼠，影響實驗結果。

3、數據統計時注意剔除可疑數據。若全班實驗結果數據量不夠，或差異性太大則將兩個班或本部京江學院的結果合在一起統計。

⑸ 高中生物實驗中，給老鼠灌胃是用生理鹽水還是蒸餾水

給老鼠灌胃當然是用生理鹽水了。生理鹽水。是與老鼠的細胞裡面的細胞液濃度類似，不會導致細胞失水。而如果是關真牛水的話，它的濃度比較低老鼠可能會水腫。

⑹ 動物實驗新手求教小鼠灌胃問題

您好，現在這個行業發展的不錯，生物實驗技術外包也會跟著發展，比如一些高校或者企業部分實驗不想自己內部開展，或者涉及的設備比較昂貴，技術要求高，都會尋求外包。但是現在競爭也比較大，的得看單位這邊整體做的怎麼樣。
其次要看下你選擇單位的規模如何，做的比較好的，還是上海這邊的，你可以看下基爾頓生物，原代細胞培養，動物造模，整體課題外包。

⑺ 小鼠如何灌胃

小鼠的捉拿方法是對的，用食指和拇指捏住小鼠的頸部皮膚，把小鼠的尾巴壓在無名指下，捏緊就行。
1-2ml注射器和16號獸用針頭，針尖磨鈍，針頭長4-5cm
從鼠口角進入，緊貼上顎進入食管，進針 深度在體外測量，一般小鼠2-3cm
注意手法上有個技巧，灌胃針送到咽喉處手腕要大鼠的後腦方向壓一下，切記不可使用暴力。

⑻ 小鼠灌胃怎麼弄呢

小鼠專用灌胃針由注射器和喂管組成，喂管長約1nm，喂管尖端焊有一金屬小圓球，金屬球中空，用途是防止喂管插入時造成損傷。金屬球彎成20度角，以適應口腔與食道之間彎曲。將喂管插頭緊緊連接在注射器的介面上，吸入定量的葯液；左手捉住小鼠，右手拿起准備好的注射器。將喂管針頭尖端防放進小鼠口咽部，順咽後壁輕輕往下推，喂管會順著食管滑入小鼠的胃，插入深度約3cm。用中指與拇指捏住針筒，食指按著針竿的頭慢慢往下壓，即可將注射器忠的葯液灌入小鼠的胃中。在插入過程中如遇到阻力或可看見1/3的針管，則江喂管取出重新插入，因為這時灌胃並沒有插入胃中。
尾靜脈注射比較困難，很難把握。建議採用其他注射方式

⑼ 小鼠灌胃的問題，食管直徑有多大

這個一般是不好說的，動物的食管是有很大彈性的。可以直接購買的小鼠灌胃針，從可以做實驗開始，就都可以灌了。

如果是自己做的話，可以採用先把10ML、20ML注射器達到針頭前端磨平或不磨平，這樣的直徑大小就夠了，套上相配套的乳膠管就可以了。

一般是越細越好，但是考慮到中葯配置溶液的不均一性和溶解差的問題，一般是要粗一點的。